Control Biologico
150%;">El control biológico, se basa en la utilización de microorganismos que presentan mecanismo de acción antagónica como parasitismo o depredación, competencia o antibiosis, lo que provoca una disminución de la densidad poblacional del agente patógeno. Actualmente, los principales microorganismos estudiados para el control de NDP, son hongos y bacterias. Entre los hongos nematófagos asociados a quistes y huevos de nemátodo dorado se encuentran diversas diversos géneros y especies como Cylindrocarpon, Fusarium, Gliocladium, Verticillium, Alternaria Botryotrichum 15px; background-color: rgb(238, 238, 238);"> piluliferum, Scolecobasidium constrictum, Phoma fineti, Acremonium, Chaetomium, Humicola, Mariannaea, Nematophthora, Periconia (Karakas, 2014; Trifonova et al., 2003, Yu et al., 1998, Landaverde, 2012).
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150%;">Los hongos actúan sobre el NDP, mediante diversos mecanismos de acción de antagónica. Por ejemplo, Verticillium chlamydosporium, produce
una toxina que afecta la eclosión de los huevos (Mahdy, 2002). Especies del
género Phoma producen metabolitos
pigmentados capaces de ingresar a los huevos pigmentándolos e interfiriendo en
su eclosión (Trifonova et al,
2003). Hongos endófitos como Fusarium spp. y Trichoderma spp. pueden colonizar
huevos y juveniles y consumir el contenido de los huevos. Igualmente,
Acremonium incrustatum y Paecilomyces
carneus son capaces de germinar, penetrar y desarrollar micelio sobre el
corión y los huevos (Núñez, 2002). Algunas especies del género Paecilomyces,
penetran la cutícula de la cáscara del huevo por medio de hifas, los mecanismos
que se consideran son una alteración enzimática que afecta la permeabilidad del
huevo y la producción de toxinas, las cuales podrían afectar los huevos
deteriorándolos y causando la muerte de los juveniles. En tanto, Trichoderma spp. en asociación con el
sistema radicular secreta alguna enzima u otro metabolito que disminuye la
multiplicación del patógeno en la rizósfera (Trifonova, 2010). De igual modo,
bacterias como Stenotrophomonas
maltophilia y Chromobacterium sp.
producen quitinasas, la que le proporciona la capacidad de destruir parte de la
membrana externa de los huevos, inhibiendo de ésta forma la eclosión (Cronin et al.,997). Serratia marcescens y S.
liquefaciens, degradan las proteínas y carbohidratos (compuestos presentes
en la pared del nematodo) mediante la producción de enzimas. Pseudomonas syringae causa la
desintegración de los JII de G.
rostochiensis (Salinas-Castro et al.,
2016). P. fluorescens F113, produce
el metabolito 2,4-diacetylphloroglucinol (DAPG), responsable de aumentar la
capacidad de eclosión y reducir la movilidad del JII (Trifonova et al., 2014, Cronin et al.,997).
150%;">Mediante estudios se han demostrado buenos resultados en el uso del control biológico contra NDP. Sin embargo, hay que destacar que la mayoría de éstos se han llevado a cabo bajo condiciones de laboratorio o invernadero.
Bibliografía
Cronin, D., Moenne-Loccoz, Y., Dunne, C., y O’Gara, F.997.Inhibition of egg hatch of the potato cyst nematode Globodera rostochiensis by chitinase-producing bacteria. European Journal of Plant Pathology.03: 433-440.
Cronin, D., Moenne-Loccoz, Y., Fenton, A., Dunne, C., Dowling, D., y O’Gara, F.997. Role of 2,4-diacetylphloroglucinol in the interactions of the biocontrol Pseudomonad strain F113 with the potato cyst nematode Globodera rostochiensis. Applied and Environmental microbiology. 63 (4):1357-1361.
Karakas, M. 2014. Fungi associated with cyst of Globodera rostochiensis, Heterodera cruciferae and Heterodera schachii (Nematoda: Heteroderidae). Manas Journal of Agriculture and Life Science . 4 (1):10-16.
Landaverde-Acosta, J. 2012. Uso de dos estrategias de control del nematodo dorado y fertilización del suelo en cultivo de papa. Tesis de Licenciatura, Agronomía, Universidad Veracruzana, México. 45 p.
Mahdy, M. 2002. Biological control of plant parasitic nematodes with antagonistic bacteria on different host plants. Institut für Pflanzenkrankheiten der Rheinischen Friedrich-Wilhelms-Universität Bonn.82 p.
Núñez, A. 2002. Aislamiento y evaluación de hongos nematófagos asociados a quites de Globodera rostochiensis (Woll.) en la región del Cofre de Perote. Universidad de Colima. Facultad de ciencias biológicas y Agropecuarias, México. 94 p.
Salinas-Castro, A., Nava-Días, C., Luna-Rodríguez, M., San Martín-Romero, E., Rivera-Fernández, A., y Trigos, A. 2016. Antagonistic bacteria affecting the golden cyst potato nematode (Globodera rostochiensis Woll.) in the region of Perote, Veracruz, México. Global Advanced Research Journal of Microbiology. 5(2):6-22.
Trifonova, Z. 2010. Studies on the efficacy of some bacteria and fungi for control of Globodera rostochiensis. Journal of Agricultural Sciences. 55(1):37-44
Trifonova, Z., Tsvetkov, I., Bogatzevska, N., y Batchvarova, R. 2014. Efficiency of Pseudomonas spp. for biocontrol of the potato cyst nematode Globodera rostochiensis (Woll.). Bulgarian Journal of Agricultural Science. 20 (3): 666-669.
Trifonova, Z., y Karadjova, J. 2003. Fungal parasitism of the cysts and eggs of the Globodera rostochiensis. Journal of Agricultural Sciences. 48 (1):03-110.
Yu, Q., y Coosemans, J.998. Fungi associated with cyst of Globodera rostochiensis, G. pallida, and Heterodera schachtii; and egg masses and females of Meloidogyne hapla in Belgium. Phytoprotection. 79: 63-69.